Информације

Да ли постоји излазно место (Е-сајт) на еукариотском рибозому?

Да ли постоји излазно место (Е-сајт) на еукариотском рибозому?



We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

Један од мојих професора је споменуо нешто о е-сајту (излазном месту за т-РНК) на еукариотском рибозому. У разреду је био ученик који се противио, рекавши да не постоји е-сајт о еукариотским рибозомима; постоји само на прокариотским рибозомима. Покушао сам да пронађем неки поуздан извор да откријем ко је у праву, али до данас једино што сам нашао је нејасна реченица у чланку на Википедији, која не изгледа баш тако званично.

Да ли заиста постоји е-сајт на еукариотском рибозому?


Увод: Размишљање о синтези протеина

Сећам се времена када су била само два места на рибозому, а када је постало јасно да их има више, негодовао сам због потребе да закомпликујем своје белешке са предавања и свој допринос часном уџбенику. Дакле, ја нисам ни поклоник ни стручњак за излазну локацију, али ако би ме питали да погодим ко је био у праву (чак и ако, или посебно ако је студент подржан од стране Кембелове биологије, како нас @ЦСхарп обавештава), ставио бих свој новац на 'професор'. Зашто? Зато што су синтеза протеина и рибозом толико стари да иако је било промена у синтези еукариотских протеина, нешто тако фундаментално као што су места за фундаментални процес се не би променило.

Одговор

да, Вирџинија, еукариотски рибозом има излазно место.

Докази

Иако се издања часног уџбеника више не појављују и моје истраживање више не утиче на биосинтезу протеина, и даље прикупљам радове на ту тему помоћу свог библиографског софтвера. Најновија релевантна публикација коју имам је Кхаттер ет ал. из Природа 2015. године под насловом Структура људског 80С рибозома.

Пошто немају сви чланови листе приступ Природа, као претплатник, узео сам слободу да репродукујем део из сажетка (мој нагласак) и одговарајућу илустрацију:

Овде извештавамо о скоро атомској структури људски рибозом изведено из крио-електронске микроскопије високе резолуције једне честице и изградње атомског модела. Структура има просечну резолуцију од 3,6А , достижући резолуцију од 2,9А у најстабилнијим регионима. Пружа увид без преседана у рибозомалне РНК ентитете и бочне ланце аминокиселина, посебно у места везивања трансфер РНК и специфичне молекуларне интеракције са излазно место тРНА.

Крио-ЕМ мапа и атомске координате су депоноване у ЕМДБ и Протеин Дата Банк под приступним кодовима ЕМД-2938 и 4уг0, респективно.

Признајем да нисам истраживао и увежбавао доказе, али мислим да би то било друго питање.


бр. Према страни 369 9. издања од Биохемија од Цампбелл:

„Структура еукариотског рибозома је другачија по томе што не постоји Е место, само А и П места.


Архитектура рибосом-НатА открива да сегменти експанзије рРНА координирају ацетилацију Н-терминала

Већина еукариотских протеина је Н-терминално α-ацетилисано Н-терминалним ацетилтрансферазама (НАТ). Ацетилација се обично дешава котранслационо и дефекти имају озбиљне последице. Ипак, нејасно је како ови ензими делују заједно са транслационим рибозомом. Овде извештавамо о структури природног комплекса рибозом-НатА из Саццхаромицес церевисиае. НатА (који се састоји од Наа10, Наа15 и Наа50) показује јединствен начин интеракције рибозома тако што контактира еукариотске специфичне рибозомалне РНК експанзионе сегменте у три од четири везујућа закрпа. На тај начин, НатА је динамички позициониран директно испод рибосомског излазног тунела како би се олакшала модификација пептидног ланца у настајању. Метионин амино пептидазе, али не и шаперони или честице за препознавање сигнала, могле би да се вежу истовремено. Овај рад додељује функцију досадашњим загонетним сегментима експанзије рибосомалне РНК и пружа механичке увиде у ко-транслационо сазревање протеина Н-терминалном ацетилацијом.


Инхибиција елонгације транслације еукариота циклохексимидом и лактимидомицином

Иако је инхибитор синтезе протеина циклохексимид (ЦХКС) познат деценијама, његов прецизан механизам деловања остаје непотпуно схваћен. Глутаримидни део ЦХКС се види у породици структурно повезаних природних производа укључујући миграстатин, изомиграстатин и лактимидомицин (ЛТМ). Открили смо да ЛТМ, изомиграстатин и аналози имају снажан антипролиферативни ефекат на ћелијске линије тумора и селективно инхибирају транслацију. Систематска компаративна студија ефеката ЦХКС и ЛТМ на синтезу протеина открила је и сличности и разлике између два инхибитора. Утврђено је да и ЛТМ и ЦХКС блокирају корак транслокације у елонгацији. Експерименти са отиском стопала открили су заштиту једног цитидинског нуклеотида (Ц3993) на Е-месту 60С рибозомске подјединице, чиме је дефинисан заједнички џеп за везивање за два инхибитора у рибозому. Ови резултати бацају ново светло на молекуларни механизам инхибиције елонгације транслације и ЦХКС и ЛТМ.


РЕЗУЛТАТИ

Екстракција структуре излазног тунела рибозома

Саставили смо и анализирали јавно доступне структуре рибозома добијене крио-ЕМ и рендгенском кристалографијом (погледајте одељак „Материјал и методе“ и табелу 1). Ове недавне структуре (9 објављених 2017.) чиниле су 20 различитих организама, укључујући 2 археје, 2 органеле, 8 бактерија и 8 еукариота. Већина ових структура (16 од 20) потиче из крио-ЕМ мапа, са просечном резолуцијом од 3,74 А, а рендгенске структуре су имале просечну резолуцију од 2,92 А. Реплицатес оф Есцхерицхиа цоли, Тхермус тхермопхилус и Хомо сапиенс структуре рибозома су такође укључене у нашу анализу да бисмо испитали робусност наших резултата (погледајте додатне податке). За сваку структуру применили смо процедуру описану у одељку „Материјал и методе“ и илустровану на слици 1 да бисмо издвојили геометрију излазног тунела рибосома, кодирану као скуп координата које описују путању средишње линије и радијус тунела у свакој тачки тунела. средишња линија. Након добијања ових података, проверили смо квалитет сваке реконструкције тунела упоређујући резултат прилагођавања густине (погледајте одељак „Материјали и методе“) између остатака који се налазе близу тунела и остатка структуре. Све структуре у нашем скупу података показале су повећање резултата прилагођавања густине за остатке тунела, што указује на добар квалитет мапа у региону тунела.

Екстракција координата излазног тунела рибозома. За дату структуру велике подјединице рибосома (ЛСУ) (од Сцхмидт ет ал. ( 97)), прво лоцирамо ПТЦ, а затим примењујемо алгоритам за претрагу тунела ( 26) да реконструишемо геометрију излазног тунела (више детаља у одељку „Материјали и методе“). Уметак на десном панелу приказује излазни тунел са ПТЦ-ом и место сужења које раздваја тунел између његовог горњег и доњег дела.

Екстракција координата излазног тунела рибозома. За дату структуру велике подјединице рибосома (ЛСУ) (од Сцхмидт ет ал. ( 97)), прво лоцирамо ПТЦ, а затим примењујемо алгоритам за претрагу тунела ( 26) да реконструишемо геометрију излазног тунела (више детаља у одељку „Материјали и методе“). Уметак на десном панелу приказује излазни тунел са ПТЦ-ом и место сужења које раздваја тунел између његовог горњег и доњег дела.

Анализа глобалних карактеристика указује на веће бактеријске тунеле и више варијација у доњем делу

Да бисмо упоредили геометрију излазног тунела рибозома међу различитим врстама, прво смо испитали глобалне геометријске карактеристике, као што су дужина, просечни радијус и запремина у целом тунелу (погледајте додатне податке за специфичне вредности). Опсег вредности и за дужину тунела (88,8 ± 6,0 А) и за средњи радијус (5,4 ± 0,4 А) био је у складу са претходним запажањима (7, 33). Након што смо сортирали врсте према запремини излазног тунела (види слику 2), пронашли смо савршено раздвајање између бактерија и еукариота, са архејама између. Конкретно, бактеријски тунели (укључујући и оне из органела) су већи од еукариотских, са средњим (3,85 ± 0,37) × 10 4 А 3 за бактерије у поређењу са (2,78 ± 0,13) × 10 4 А 3 за еукариоте. На сличан начин смо анализирали дужину и просечан радијус да видимо да ли се варијација запремине може углавном објаснити једном од ове две варијабле. Добили смо мање јасно раздвајање између три домена живота, али смо ипак приметили сличан тренд за дужину (91,6 ± 3,6 А за бактерије и 83,3 ± 2,9 А за еукарију) и средњи радијус (5,7 ± 0,3 А за бактерије и 5,1 ± ± 0,1 А за еукарију), што сугерише да оба доприносе уоченој разлици у запремини.

Запремина, дужина и просечан радијус излазног тунела рибозома код различитих врста. Хоризонтални дијаграми представљају уређену запремину (лево), дужину (средина) и просечни радијус (десно) тунела из нашег скупа података. Запремина и дужина су разложени на два поддела, одвојена местом сужења (погледајте одељак „Материјал и методе“). Врсте су специфициране и обојене према њиховим одговарајућим доменима (плус органеле, жуто): бактерије (црвене), археје (црне), еукарије (плаве).

Запремина, дужина и просечни радијус излазног тунела рибозома код различитих врста. Хоризонтални дијаграми представљају уређену запремину (лево), дужину (средина) и просечни радијус (десно) тунела из нашег скупа података. Запремина и дужина су разложени на два поддела, одвојена местом сужења (погледајте одељак „Материјали и методе“). Врсте су специфициране и обојене према њиховим одговарајућим доменима (плус органеле, жуто): бактерије (црвене), археје (црне), еукарије (плаве).

Затим смо извршили рафиниранију анализу тако што смо тунел поделили на два поддела одвојена 'место сужења' (види слику 1), очуваним централним регионом суженим уЛ4 и уЛ22 протеинским петљама, које смо лоцирали на позицији 34,1 ± 4,8 А од почетка тунела (слика 2). Проучавали смо како је запремина у горњем (од почетка до места сужења) и доњем (од места сужења до излаза) деловима, респективно, у корелацији са запремином целог тунела, и пронашли смо јаку корелацију за доњи део (Пеарсонова корелација р 2 = 0.9649, П-вредност П &лт 10 −4 ), док за горњи део није уочена значајна корелација (р 2 = 0,085), што сугерише да је горњи део тунела геометријски прилично очуван, а већина варијација међу врстама долази из доњег дела. Укупна дужина је такође показала бољу корелацију са дужином доњег дела (р 2 = 0.72, П &лт 10 −3 , док р 2 = 0.32, П &лт 10 -3 за горњи део), а просечни полупречник за доњи део (5,8 ± 0,6 А) био је већи од оног за горњи део (4,7 ± 0,3 А).

Хијерархијско груписање дијаграма варијације радијуса тунела одражава филогенију врсте

Пошто смо пронашли варијацију геометрије тунела специфичну за домен која је више појачана у доњем делу тунела, желели смо да прецизније квантификујемо овај образац. Прво смо испитали 3Д координате тачака које описују средишњу линију тунела (погледајте Додатне податке). Након уклапања тачака на праву линију, открили смо да се 96,7 ± 1,0% њихове варијације може објаснити уклапањем. Због тога смо једноставно параметризовали средишњу линију тунела по дужини лука и проучавали повезане полупречнике (погледајте одељак „Материјали и методе“), што је довело до дијаграма варијације радијуса за сваку врсту (Слика 3А).

Груписање врста добијених парним поређењем геометрије тунела. (А) За све наше структуре, цртамо радијус тунела као функцију удаљености преко тунела. Ови дијаграми се користе за поређење геометрије тунела. (Б) Груписање добијено након примене наше метрике геометријске удаљености тунела на наш скуп података (за дефиницију метрике и више детаља, погледајте одељак „Материјали и методе“). Прва главна грана обухвата бактеријске рибозоме, истакнуте црвеном бојом, док друга садржи еукарију (плаву) и археју (црну) (скала: 0,2 А). За комплетно груписање и филогенетска стабла добијена из секвенци 16С/18С рРНА, погледајте додатну слику С2. (Ц) За сваки пар врста делимо њихов заједнички домен након поравнања у 4 четвртине (погледајте одељак „Материјали и методе“) и користимо исту метрику за израчунавање удаљености у сваком од подрегиона. Графичке линије представљају за сваку четвртину просек и стд геометријске удаљености за подскуп парова сачињених од 2 прокариота (црвена), 2 еукариота (плава) и 1 прокариот и 1 еукариот (љубичаста).

Груписање врста добијених парним поређењем геометрије тунела. (А) За све наше структуре, цртамо радијус тунела као функцију удаљености преко тунела. Ови дијаграми се користе за поређење геометрије тунела. (Б) Груписање добијено након примене наше метрике геометријске удаљености тунела на наш скуп података (за дефиницију метрике и више детаља, погледајте одељак „Материјали и методе“). Прва главна грана обухвата бактеријске рибозоме, истакнуте црвеном бојом, док друга садржи еукарију (плаву) и археју (црну) (скала: 0,2 А). За комплетно груписање и филогенетска стабла добијена из секвенци 16С/18С рРНА, погледајте додатну слику С2. (Ц) За сваки пар врста делимо њихов заједнички домен након поравнања у 4 четвртине (погледајте одељак „Материјали и методе“) и користимо исту метрику за израчунавање удаљености у сваком од подрегиона. Графичке линије представљају за сваку четвртину просек и стд геометријске удаљености за подскуп парова сачињених од 2 прокариота (црвена), 2 еукариота (плава) и 1 прокариот и 1 еукариот (љубичаста).

Да бисмо упоредили ове дијаграме, увели смо функцију удаљености (погледајте одељак „Материјали и методе“) и проценили је за сваки пар врста. Добијена матрица удаљености у пару је затим коришћена за груписање врста, дајући хијерархијско стабло приказано на слици 3Б. Као иу глобалној анализи карактеристика, добили смо јасно раздвајање домена, са бактеријама које су груписане одвојено од археја и еукариота. Међу еукариотима, Т. вагиналис је прилично посебан по томе што је скупљен са архејама (П. фуриосус и Х. марисмортуи), који се затим групише заједно са групом трипанозома (Л. доновани и Т. црузи) одвојени од њих, преостали еукариоти су формирали већи кластер.

Одвајања од Т. вагиналис и трипанозоми других еукариота су такође у складу са еволуционим односима добијеним од 16С-сличних рРНК секвенци (из мале подјединице рибосома) (34). Овај резултат смо потврдили извођењем филогенетске анализе за врсте у нашем скупу података (погледајте додатну слику С2а). У финијој резолуцији, наше хијерархијско груписање из поређења геометрије тунела (погледајте додатну слику С2б) почиње да одступа од филогенетског стабла из анализе секвенце, што сугерише да је мање разлике у геометрији тунела теже еволутивно повезати. Укључујући рибозоме из митохондрија и хлоропласта (додатна слика С2ц), такође смо открили да су се групирали са прокариотима, што је у складу са њиховим бактеријским пореклом (35). Да бисмо проценили робусност ових резултата, користили смо реплициране структуре истих врста и проучавали осетљивост груписања на параметре геометријске удаљености (погледајте додатну слику С1 и додатну табелу С1). Све у свему, ово није довело до значајних промена, што је показало робусност наших резултата на реплицирање структура и избор метрике поређења.

Релативни доприноси различитих подрегиона тунела варијацијама унутар и међу доменима у геометрији тунела

Да бисмо разумели зашто смо добили јасно раздвајање између прокариотских и еукариотских тунела, пажљивије смо проучавали варијације геометрије тунела у два домена живота. Разликовање парова унутар и међу доменима (односно, рачунајући парове врста из истог домена, и парове са по једним из сваког), открили смо да док су удаљености унутар домена у просеку сличне за бактерије и еукариоте (додатна слика С3), растојања између домена су приметно већа (са повећањем од 40% за просек).

Како раздаљина коју смо увели интегрише геометријску варијацију дуж тунела, настојали смо да испитамо који део тунела највише доприноси растојањима унутар и између домена. У ту сврху, поделили смо тунел за сваки пар врста на четири четвртине (први и четврти који одговарају почетном и излазном делу) и применили исту метрику као и раније да бисмо израчунали геометријску удаљеност у сваком од ових подрегиона ( Слика 3Ц). Док је раздаљина између домена у просеку увек била већа од оне унутар домена у сваком подрегиону, открили смо да је у овим регионима раздаљина између домена била знатно већа у последња два квартала (сваки носи у просеку 30% укупна варијација) у поређењу са прва два (по 20%). Сличан тренд је примећен међу еукариотима (са 33% и 26% укупне варијације у трећем и последњем кварталу). Насупрот томе, код бактерија је трећи квартал био онај који је имао најмање варијације (21% у поређењу са 24%, 26% и 29% за први, други и четврти подрегион, респективно).

Постојање другог места сужења код еукариота и улога рибозомалног протеина уЛ4

Да бисмо разумели локалну геометријску варијацију излазног тунела уочену код различитих врста, покушали смо да утврдимо како рибозомска структура може објаснити горе поменути образац груписања бактеријских и еукариотских тунела. У региону повезаном са већином варијација међу доменима (види слику 3Ц), прво смо погледали место сужења, где се сусрећу протеини уЛ4 и уЛ22. Занимљиво је да смо открили да се структура уЛ4 у тунелу генерално разликује код еукарије и бактерија, због проширења уЛ4 петље у еукарији која даје друго место сужења. Такво проширење је такође присутно, али мање истакнуто код археја (види додатну слику С4а). Ову структурну разлику илуструјемо на слици 4А за Е. цоли и Х. сапиенс. Присуство другог места сужења у Х. сапиенс излазни тунел је јасно илустрован на слици 4Б, која показује да је друго корито на дијаграму радијуса чак ниже од првог корита за Х. сапиенс, док је супротно тачно за Е. цоли.

Присуство другог места сужења у еукарији објашњава геометријску разлику уочену између бактеријских и еукариотских тунела. (А) Приказујемо регион места сужења у Е. цоли (лево) добијено од Фишера ет ал. (85), и Х. Сапиенс (десно) добијено од Натцхиара ет ал. ( 94). Структура је окружена рибозомским протеинима уЛ4 и уЛ22. Испружена рука унутра Х. сапиенс уЛ4 производи друго место сужења (види и додатну слику С4). (Б) Графикони радијуса тунела као функције удаљености тунела показују прво корито повезано са местом сужења (око позиције 30), заједничко за Е. цоли и Х. сапиенс. Друго корито се појављује око позиције 50. (Ц) Упоређујемо растојање између корита за бактерије (графикон левог оквира) и еукарије (графикон десног оквира) у нашем скупу података. Интерквартилни опсег је означен кутијом, медијана линијом унутра, а горње и доње суседне вредности брковима. (Д) На левој страни, дајемо исто поређење као у (Ц) за полупречнике тунела повезане са првим и другим коритом. Десно, упоређујемо радијус првог и другог корита за сваку врсту нашег скупа података. Радијус другог корита је већи од првог за све археје (црне тачке) и бактерије (црвене тачке). Насупрот томе, ово је случај само у еукарији за трипанозомске врсте Л. доновани и Т. црузи.

Присуство другог места сужења у еукарији објашњава геометријску разлику уочену између бактеријских и еукариотских тунела. (А) Приказујемо регион места сужења у Е. цоли (лево) добијено од Фишера ет ал. (85), и Х. Сапиенс (десно) добијено од Натцхиара ет ал. ( 94). Структура је окружена рибозомским протеинима уЛ4 и уЛ22. Испружена рука унутра Х. сапиенс уЛ4 производи друго место сужења (види и додатну слику С4). (Б) Графикони радијуса тунела као функције удаљености тунела показују прво корито повезано са местом сужења (око позиције 30), заједничко за Е. цоли и Х. сапиенс. Друго корито се појављује око позиције 50. (Ц) Упоређујемо растојање између удубљења за бактерије (графикон левог оквира) и еукарије (графикон десног оквира) у нашем скупу података. Интерквартилни опсег је означен кутијом, медијана линијом унутра, а горње и доње суседне вредности брковима. (Д) На левој страни, дајемо исто поређење као у (Ц) за полупречнике тунела повезане са првим и другим коритом. Десно, упоређујемо радијус првог и другог корита за сваку врсту нашег скупа података. Радијус другог корита је већи од првог за све археје (црне тачке) и бактерије (црвене тачке). Насупрот томе, ово је случај само у еукарији за трипаносомске врсте Л. доновани и Т. црузи.

Да бисмо потврдили да таква разлика постоји између других бактерија и еукарије, анализирали смо на слици 4Ц и Д релативне положаје и радијусе тунела повезане са првим и другим коритом дијаграма радијуса за сваку врсту у целом нашем скупу података. Открили смо да је растојање између корита у просеку веће код бактерија (23,6 ± 2,7 А) него код еукарије (19,1 ± 2,3 А), што указује на структурне промене у региону места сужења. Док у првом кориту (које одговара универзално заједничком месту сужења) бактерије и еукарија имају сличне радијусе (4,2 ± 0,6 А за бактерије и 4,2 ± 0,4 А за еукарију), полупречник на другом кориту је значајно већи код бактерија (5,0 ± 0,5 А) него код еукарије (3,9 ± 0,6 А). Штавише, директно поређење између првог и другог корита за сваку врсту показује да је полупречник другог корита већи од првог за све археје и бактерије (слика 4Д). Насупрот томе, приметили смо супротно код еукарије, осим за Л. доновани и Т. црузи (такође објашњавајући груписање ова два са архејама на слици 3Б). Дакле, друго место сужења у еукарији је генерално уже од првог.

Да би се објаснила уочена неслагања за Л. доновани и Т. црузи, погледали смо рибозомску структуру у региону места сужења. Осим рибозомалних протеина уЛ4 и уЛ22, тунел је тамо окружен рРНА. У трипаносомима као Л. доновани и Т. црузи, велика подјединица (ЛСУ) рРНА се раздваја од стандардне 28С рРНА на шест мањих ланаца (36, 37). Два главна ланца се тачно сусрећу у региону места сужења (погледајте додатну слику С4б), што сугерише да се мање ограничења локално примењује на рибозомске протеине и структуру тунела, потенцијално повећавајући величину другог места сужења. Да резимирамо, закључили смо да важан део геометријских разлика и груписања уочених између излазних тунела рибосома потиче од структуре на месту сужења. Тачније, постоји друго место сужења специфично за еукарију, које сужава тунел после првог, универзално заједничког места сужења.

Замена уЛ23 рибосомским протеином еЛ39 у еукарији утиче на геометрију тунела

Поред структуре региона места сужења, додатно смо испитали структуру доњег дела тунела, где смо такође открили неке важне геометријске варијације. Код бактерија, тунел у овом региону је углавном окружен рРНК и протеином уЛ23. Код еукарије и археје, уЛ23 је такође присутан, али је сегмент који покрива тунелски регион замењен протеином еЛ39 (33, 38, 39). Након помног испитивања и поређења ових структура, открили смо да еЛ39 не само да покрива регион који је првобитно заузимао уЛ23 у бактеријама, већ се протеже и до излаза из тунела, као што је илустровано на слици 5А. Тачније (Слика 5Б), удаљеност покривености уЛ23 у бактеријским рибозомима је 19,0 ± 2,8 А, у поређењу са 31,6 ± 2,3 А за еЛ39 у еукарији. Таква разлика утиче на геометрију тунела (Слика 5Б), пошто је радијус тунела у одговарајућим регионима значајно већи за бактерије (6,0 ± 0,4 А) него за еукарију (4,6 ± 0,4 А). Као резултат тога, излазни регион тунела је шири код бактерија него код еукарије, са просечном разликом у радијусу од ∼1 А у последњих 30 А тунела, што доприноси груписању дијаграма радијуса које смо претходно добили.

Замена уЛ23 са еЛ39 у еукарији утиче на геометрију тунела. (А) Конструкције доњег дела тунела у Есцхерицхиа цоли (лево) и Хомо сапиенс (десно) показују замену рибозомалног протеина уЛ23 са еЛ39 ин Х. сапиенс, који такође покрива већи део тунела. (Б) Горња графика показује поређење удаљености коју покривају уЛ23 и еЛ39 код бактерија (десна кутија графика) и еукарије (лева бокс графика). Доња графика показује исто поређење за средњи радијус.

Замена уЛ23 са еЛ39 у еукарији утиче на геометрију тунела. (А) Конструкције доњег дела тунела у Есцхерицхиа цоли (лево) и Хомо сапиенс (десно) показују замену рибозомалног протеина уЛ23 са еЛ39 ин Х. сапиенс, који такође покрива већи део тунела. (Б) Горња графика показује поређење удаљености коју покривају уЛ23 и еЛ39 код бактерија (десна кутија графика) и еукарије (лева бокс графика). Доња графика показује исто поређење за средњи радијус.

Повезаност између очувања секвенце рРНА и излазног тунела

Након што смо пронашли доказе да се геометријске варијације тунела међу различитим врстама могу објаснити структурним варијацијама рРНА и протеина које су се појавиле кроз еволуцију, покушали смо да проучимо како су тунел и његова геометрија директно повезани са еволуцијом рибозома на нивоу секвенце. . Прво смо истражили очување рРНК, фокусирајући се на главни ланац (23С за бактерије и 28С за археје и еукарије) који чини рибозом ЛСУ. Компаративна анализа секвенци рРНК се у прошлости интензивно користила за разјашњавање филогенетских односа (40, 41), а недавно је (24) довела до идентификације делова еволутивно очуваних секвенци, такозваних 'конзервираних нуклеотидних елемената' (ЦНЕ). ). Конкретно, сугерисано је да велики део ЦНЕ може имати функцију у настајању полипептидног транзита кроз тунел (24). Да бисмо ово потврдили, упоредили смо присуство ЦНЕ-а са њиховом удаљености до тунела (види слику 6А и додатну слику С5).

Повезаност између геометријских и секвенцијских конзервација рибозомске рРНК. (А) Мапа секундарне структуре 23С рРНА у Е. цоли, обојен растојањем од тунела (види и додатну слику С5). (Б) За дату врсту и растојање д, посматрамо све рРНА нуклеотиде који се налазе на удаљености д из тунела, и израчунавамо фреквенцију очуваних елемената (24). Ову фреквенцију приказујемо као функцију од д за све врсте нашег скупа података (погледајте и додатну слику С6). (Ц) Проучавамо локалну конзервацију рРНА нуклеотида дуж тунела: Након поделе тунела на регионе од 15 А дуж средишње линије, за сваки регион разматрамо све рРНА нуклеотиде који су најближи и лоцирани унутар 25 А, и израчунавамо повезане број конзервираних, домен-специфичних и универзално конзервираних елемената. Овде приказујемо резултујуће парцеле за Е. цоли (Горе и Х. сапиенс (доле) (за друге врсте, погледајте додатну слику С6).

Повезаност између геометријских и секвенцијских конзервација рибозомске рРНК. (А) Мапа секундарне структуре 23С рРНА у Е. цоли, обојен растојањем од тунела (види и додатну слику С5). (Б) За дату врсту и растојање д, посматрамо све рРНА нуклеотиде који се налазе на удаљености д из тунела, и израчунавамо фреквенцију очуваних елемената (24). Ову фреквенцију приказујемо као функцију од д за све врсте нашег скупа података (погледајте и додатну слику С6). (Ц) Проучавамо локалну конзервацију рРНА нуклеотида дуж тунела: Након поделе тунела на регионе од 15 А дуж средишње линије, за сваки регион разматрамо све рРНА нуклеотиде који су најближи и лоцирани унутар 25 А, и израчунавамо повезане број конзервираних, домен-специфичних и универзално конзервираних елемената. Овде приказујемо резултујуће парцеле за Е. цоли (Горе и Х. сапиенс (доле) (за друге врсте, погледајте додатну слику С6).

Након израчунавања за сваку врсту фреквенције ЦНЕ-а на датој удаљености д из тунела, приметили смо на слици 6Б глобално смањење фреквенције ЦНЕ као д повећава, што значи да су нуклеотиди који се налазе даље од тунела мање конзервирани. За много дивергентне рРНК као што су оне из органела или Т. вагиналис (34), мали број ЦНЕ не даје никакву повезаност са растојањем до тунела. За бактерије, археје и еукариотске трипанозоме, открили смо да је фреквенција ЦНЕ унутар 25 А од тунела 21 ± 5%, што је више него двоструко више од фреквенције ЦНЕ лоцираних између 25 и 50 А (10 ± 2%) и такође онај који се налази даље од 50 А од тунела (8 ± 2%). Код преосталих еукариота, пронашли смо много већу учесталост ЦНЕ унутар 25 А од тунела (45 ± 12%), са наглим смањењем за регион између 25 и 50 А (18 ± 5%) и регион преко 50 А. (10 ± 3%). Разликујући универзалне и ЦНЕ специфичне за домен (24), пронашли смо сличан тренд за оба, са већим доприносом ЦНЕ-ова специфичних за домен (додатна слика С6а). Све у свему, ови резултати потврђују повезаност између тунела и очувања околних рРНА нуклеотида.

Да бисмо утврдили да ли је таква конзервација хомогена или специфична за неке локалне делове тунела, израчунали смо за сваку врсту локалну фреквенцију ЦНЕ-а и упоредили ниво очувања широм тунела, као што је приказано на слици 6Ц и додатној слици С6б. Све у свему, открили смо да је очување секвенце дуж тунела хетерогена и снажно појачана према горњем делу тунела, пошто је више од 80% ЦНЕ било повезано са првих 40 А тунела (док су сви нуклеотиди позиционирани дуж тунела). првих 40 А тунела представља само 48% свих нуклеотида). У овом региону смо такође приметили јачу конзервацију ближе ПТЦ-у, пошто је 43% ЦНЕ било лоцирано &лт10 А од почетне позиције тунела. Ови резултати су у складу са упоредним геометријским проучавањем тунела и у складу са резултатима које је Меарс ет ал. (22) (који је користио сличан приступ, али са различитим структурама рибозома и мером очувања), такође показује више очуваности у региону горњег дела.

Очување секвенце рибосомског протеина и позитивних наелектрисања на излазном тунелу

На крају смо проучавали однос између геометријске и секвенце конзервације у тунелу за рибозомске протеине. To do so, we aligned across species the main proteins located close to the tunnel, namely uL4, uL22 and uL23 for bacteria and eL39 for eukarya (see ‘Materials and methods’ section, Figure 7A and Supplementary Figure S7a ). For uL4, because of multiple insertions that prevent a good alignment of all sequences (like the one leading to the aforementioned second constriction site), we separately aligned uL4 for bacterial and eukaryotic sequences. Upon computing a conservation score ( 30) for each alignment, we found peaks of conservation in regions located in proximity with the ribosomal tunnel, suggesting that association between the sequence conservation and the exit tunnel also occurs for proteins (Figure 7B and Supplementary Figure S7b ). Upon closer examination of the consensus motif sequences at the tunnel, we found a large fraction (∼30%) of positively charged amino acids (arginine R and lysine K). Interestingly, these positively charged amino acids sometimes co-occur at the same position of an alignment, e.g. position 159 of the uL22 alignment (with 8 arginines and 8 lysines, see Figure 7A), position 69 of bacterial uL4 alignment and position 34 of eL39 alignment ( Supplementary Figure S7a ). This suggests that not only the sequence but also the charge properties are important to maintain the integrity of the tunnel.

Conservation of sequence and positive charge of ribosomal protein uL22 at the tunnel. (А) We show the multiple sequence alignment of ribosomal protein uL22 close to the tunnel. Highlighted residues are the ones located within 10 Å from the tunnel. (Б) We plot the sequence and charge conservation scores (see ‘Materials and methods’ section) along the sequence alignment. Continuous lines represent the signal averaged over a window of five sites. Larger highlighted region is the same as in (A). We also highlight a subregion of residues close to the tunnel, with a peak in charge or sequence conservation. (Ц) The associated structure of uL22 in Х. сапиенс, where residues in green and red correspond to the ones highlighted in (B). In particular, the region of high charge and sequence conservation is also in direct contact with the constriction sites. For the other ribosomal proteins associated with the tunnel, see Supplementary Figure S7 .

Conservation of sequence and positive charge of ribosomal protein uL22 at the tunnel. (А) We show the multiple sequence alignment of ribosomal protein uL22 close to the tunnel. Highlighted residues are the ones located within 10 Å from the tunnel. (Б) We plot the sequence and charge conservation scores (see ‘Materials and methods’ section) along the sequence alignment. Continuous lines represent the signal averaged over a window of five sites. Larger highlighted region is the same as in (A). We also highlight a subregion of residues close to the tunnel, with a peak in charge or sequence conservation. (Ц) The associated structure of uL22 in Х. сапиенс, where residues in green and red correspond to the ones highlighted in (B). In particular, the region of high charge and sequence conservation is also in direct contact with the constriction sites. For the other ribosomal proteins associated with the tunnel, see Supplementary Figure S7 .

Therefore, we introduced a measure of positive charge conservation (see ‘Materials and methods’ section) that specifically accounts for the local presence of positively charged amino acids in an alignment. Upon computing the charge score for our sequence alignments, we indeed found some significant correlation between the sequence conservation and charge conservation scores for bacterial proteins with Pearson’s correlation р 2 = 0.70, 0.51 and 0.47 (П-values < 10 −4 ) for bacterial alignments of uL4, uL23 and uL22, respectively (see Supplementary Data). We also found that overall, regions with the highest presence of positive charges are located in the tunnel region (see Figure 7B and Supplementary Figure S7b ). In uL22, the residues in direct contact with the tunnel (Figure 7B and C) are highly conserved, with the highest charge conservation score. Larger charge and sequence conservations were also found in uL4, with more conservation at the first constriction site compared to the second one in eukarya ( Supplementary Figure S7b ). In the lower part of the tunnel, we detected a strong peak of both charge and sequence conservation in bacterial uL23. Interestingly, while we did not observe in eukarya a conservation signal as strong in the whole region of the tunnel covered by eL39, the region where eL39 overlaps with uL23 in bacteria also exhibits large charge and sequence conservation ( Supplementary Figure S7b and c ), suggesting persistence of the local charge properties in this region although the ribosome structure differs between bacteria and eukarya. To assess the global impact of charged residues in ribosomal proteins, we computed their induced electrostatic Coulomb potential along with the tunnel centerline ( Supplementary Figure S8 ). We found that the concentration of positively charged residues yielded a peak in the electrostatic potential near the second trough of the tunnel radius plot (Figure 4). This peak was more pronounced in eukaryotes, due to the presence of additional charges in the extended arm of uL4 (shown in Figure 4A). Overall, we concluded that ribosomal proteins are more locally conserved at the proximity of the tunnel, with a bias toward positively charged amino acids, suggesting that these amino acids and the electrostatic environment are important for the tunnel function (see ‘Discussion’ section).


Рибозом

an intracellular particle concerned with protein biosynthesis that is found in the cells of all living organisms (bacteria, plants, and animals) each cell contains thousands or tens of thousands of ribosomes. Ribosomes are close to spherical in shape, although their outlines are complex and cannot be described by a simple geometric figure.

Two major classes of ribosomes are distinguished: 70S and 80S. The 70S ribosome has a molecular weight of about 3 × 10 6 , a diameter of about 200-300 angstroms (Å), and a sedimentation coefficient of about 70 Svedberg units. The larger, 80S, ribosome has a molecular weight of about 4&ndash5 × 10 6 , a maximum diameter reaching 400 Å, and a sedimentation coefficient of about 80 Svedberg units. Ribosomes of the 70S class are characteristic of prokaryotes&mdashcells that do not have a structured nucleus&mdashincluding bacteria, actinomycetes, and blue-green algae, as well as of the chloroplasts and mitochondria of higher organisms. Ribosomes of the 80S class are found in the cytoplasm of all eukaryotes&mdashorganisms that have a structured cell nucleus.

Chemically, ribosomes are nucleoproteins that consist of ribonucleic acid (RNA) and protein. Ribosomes of the 70S class consist of 60-65 percent RNA and 40-35 percent protein, while ribosomes of the 80S class consist of about 50 percent RNA and 50 percent protein. The general principle of the structural organization of ribosomes is that they are composed of two unequal subparticles, or subunits, to which a ribosome may dissociate (for example, upon a decrease in the concentration of Mg 2+ ions in a medium) and reassociate according to the formula

70S ⇄ 50S + 30S 80S ⇄ 60S + 40S

The large subunit (50S or 60S) consists of a high-polymer molecule of ribosomal RNA that has a molecular weight of 1.1-1.8 × 10 6 , a low-polymer molecule of ribosomal RNA that has a molecular weight of 40,000, and several tens of protein molecules. The small subunit (30S or 40S) consists of a molecule of ribosomal RNA that exhibits high polymerism and has a molecular weight of 0.6-0.7 × 10 6 and from 20 (in 30S subunits) to 40 (in 40S subunits) various protein molecules.

The high-polymer ribosomal RNA binds proteins into a single ribonucleoprotein particle. It is experimentally possible to unwind ribosomes&mdashthe unit becomes more friable and the RNA unwinds into a strand. During this process, all proteins remain attached to the particle. Under other conditions, the sequential cleavage of proteins from RNA may be achieved this process is known as the separation of ribosomes. This separation is reversible and under suitable conditions proteins and RNA spontaneously reunite into a ribonucleoprotein, which forms the native structure of a ribosome this process is known as the self-assembly of ribosomes. The self-assembly of previously synthesized RNA and proteins is also believed to form ribosomes in cells.

Ribosomes have several functions in the synthesis of proteins, including the specific binding and retention of the components of the system that synthesizes proteins these components include messenger RNA (mRNA), aminoacyl-transfer RNA (aminoacyl-tRNA), peptidyl-tRNA, guanosine triphosphate (GTP), and the protein translation factors EF-T and EF-G. Ribosomes also have catalytic functions, including the formation of peptide bonds and the hydrolysis of GTP. They also assist in the mechanical displacement of substrates, for example, mRNA and tRNA, and in translocation.

The functions of catalysis and the retention of components are distributed between two ribosomal subunits. The small ribosomal subunit contains segments that bind mRNA and aminoacyl-tRNA it apparently has no catalytic functions. The large subunit contains both a catalytic segment that catalyzes the formation of the peptide bond and a center that participates in the hydrolysis of GTP. During protein biosynthesis, the large subunit retains the growing protein chain in the form of pepti-dyl-tRNA. Each subunit may perform its functions independently of the other subunit. The function of translocation, however, can only be accomplished by the whole ribosome and not by the individual ribosomal subunits.


Is there an Exit site (E-site) on the eukaryotic ribosome? - Биологија

За гледање овог садржаја потребна је претплата на Ј о ВЕ. Моћи ћете да видите само првих 20 секунди.

ЈоВЕ видео плејер је компатибилан са ХТМЛ5 и Адобе Фласх-ом. Старији прегледачи који не подржавају ХТМЛ5 и Х.264 видео кодек и даље ће користити видео плејер заснован на Фласх-у. Препоручујемо да преузмете најновију верзију Фласх-а овде, али подржавамо све верзије 10 и новије.

Ако то не помогне, обавестите нас.

Ribosomes, protein synthesizing structures are formed inside the nucleolus and comprise themselves of ribosomal RNAs and many different proteins.

The complexes are divided into two parts, large and small subunits which along with other molecules like messenger and transfer RNAs drift out of the nucleus through pores in the nuclear envelope.

Once in the cytoplasm, the components join together either while free-floating or attached to the nearby outer nuclear envelope or rough endoplasmic reticulum and start the process of translation.

Making new proteins at distinct binding sites. Protein synthesis is so important that ribosomes are essentially found in every cell. Whether it's to make an enzyme in our gut or a neural transmitter in our brain.

9.3: Ribosomes

Ribosomes translate genetic information encoded by messenger RNA (mRNA) into proteins. Both prokaryotic and eukaryotic cells have ribosomes. Cells that synthesize large quantities of protein&mdashsuch as secretory cells in the human pancreas&mdashcan contain millions of ribosomes.

Ribosomes are composed of ribosomal RNA (rRNA) and proteins. Ribosomes are not surrounded by a membrane (i.e., despite their specific cell function, they are not an organelle). In eukaryotes, rRNA is transcribed from genes in the nucleolus&mdasha part of the nucleus that specializes in ribosome production. Within the nucleolus, rRNA is combined with proteins that are imported from the cytoplasm. The assembly produces two subunits of a ribosome&mdashthe large and small subunits.

These subunits then leave the nucleus through pores in the nuclear envelope. Each one large and small subunit bind to each other once mRNA binds to a site on the small subunit at the start of the translation process. This step forms a functional ribosome.

Ribosomes may assemble in the cytosol&mdashcalled free ribosomes&mdashor while attached to the outside of the nuclear envelope or endoplasmic reticulum&mdashcalled bound ribosomes. Generally, free ribosomes synthesize proteins used in the cytoplasm, while bound ribosomes synthesize proteins that are inserted into membranes, packaged into organelles, or are secreted from the cell.

Ribosomes synthesize proteins by bringing together mRNA and transfer RNA (tRNA). Specialized nucleotides of the tRNA, called anticodon loop, bind to the codon of the mRNA. The tRNA carries an amino acid on the other end. In this way, the genetic code from mRNA is translated into a chain of amino acids one codon at a time. Ribosomes also catalyze the formation of peptide bonds between adjacent amino acids, resulting in a polypeptide.

When mRNA binds to the small subunit of the ribosome, tRNA binds to one of three binding sites on the large subunit of the ribosome. The binding sites are called the A (aminoacyl-tRNA), P (peptidyl-tRNA), and E (exit) sites. As the mRNA is translated, new tRNAs are added at the A site, move to the P site, and are released at the E site. The growing polypeptide chain threads through an exit tunnel in the large subunit. When the protein synthesis is complete, the ribosomal subunits dissociate.

Wilson, Daniel N., and Jamie H. Doudna Cate. &ldquoThe Structure and Function of the Eukaryotic Ribosome.&rdquo Перспективе Цолд Спринг Харбор у биологији 4, бр. 5 (May 2012). [Извор]

Gilbert, Wendy V. &ldquoFunctional Specialization of Ribosomes?&rdquo Трендови у биохемијским наукама 36, бр. 3 (March 2011): 127&ndash32. [Извор]


THE RIBOSOMAL TUNNEL OF EUKARYOTIC RIBOSOMES

As the nascent polypeptide chain (NC) is being synthesized, it passes through a tunnel within the LSU and emerges at the solvent side, where protein folding occurs. Cryo-EM reconstructions and X-ray crystallography structures of bacterial, archaeal, and eukaryotic cytoplasmic ribosomes have revealed the universality of the dimensions of the ribosomal tunnel (Frank et al. 1995 Beckmann et al. 1997 Ban et al. 2000 Ben-Shem et al. 2011 Klinge et al. 2011). The ribosomal tunnel is ∼80 Å long, 10–20 Å wide, and predominantly composed of core rRNA (Nissen et al. 2000), consistent with an overall electronegative potential (Lu et al. 2007). The extensions of the r-proteins L4 and L22 contribute to formation of the tunnel wall, forming a so-called constriction where the tunnel narrows (Nissen et al. 2000). Near the tunnel exit the ribosomal protein L39e is present in eukaryotic and archaeal ribosomes (Nissen et al. 2000), whereas a bacterial-specific extension of L23 occupies an overlapping position in bacteria (Harms et al. 2001).

For many years the ribosomal tunnel was thought of only as a passive conduit for the NC. However, growing evidence indicates that the tunnel plays a more active role in regulating the rate of translation, in providing an environment for early protein folding events, and in recruiting translation factors to the tunnel exit site (Wilson and Beckmann 2011). At the simplest level, long stretches of positively charged residues, such as arginine or lysine, in an NC can reduce or halt translation, most likely through interaction with the negatively charged rRNA in the tunnel (Lu and Deutsch 2008). More specific regulatory systems also exist in bacteria and eukaryotes, in which stalling during translation of upstream open reading frames (uORFs of the cytomegalovirus [CMV] gp48 and arginine attenuator peptide [AAP] CPA1 genes) or leader peptides (TnaC, SecM) leads to modulation of expression of downstream genes (Tenson and Ehrenberg 2002). Interestingly, the translational stalling events depend critically on the sequence of the NC and the interaction of the NC with the ribosomal tunnel. Cryo-EM reconstructions of bacterial TnaC- and SecM-stalled 70S ribosomes (Seidelt et al. 2009 Bhushan et al. 2011) and eukaryotic CMV- and AAP-stalled 80S ribosomes (Bhushan et al. 2010b) reveal the distinct pathways and conformations of the NCs in the tunnel as well as the interactions between the NCs and tunnel wall components. Compared with bacteria, eukaryotic r-protein L4 has an insertion that establishes additional contacts with the CMV- and AAP-NCs (Bhushan et al. 2010b), whereas the bacterial stalling sequences interact predominantly with L22 (Seidelt et al. 2009 Bhushan et al. 2011). The dimensions of the ribosomal tunnel preclude the folding of domains as large as an IgG domain (∼17 kDa) (Voss et al. 2006), whereas α-helix formation has been demonstrated biochemically (Deutsch 2003 Woolhead et al. 2004) and visualized structurally within distinct regions of the tunnel (Bhushan et al. 2010a). Folding of NCs within the tunnel may have implications for not only protein folding, but also downstream events, such as recruitment of chaperones or targeting machinery (Bornemann et al. 2008 Berndt et al. 2009 Pool 2009).


Рибозоми

All living cells contain ribosomes, tiny organelles composed of approximately 60 percent ribosomal RNA (рРНА) and 40 percent protein. However, though they are generally described as organelles, it is important to note that ribosomes are not bound by a membrane and are much smaller than other organelles. Some cell types may hold a few million ribosomes, but several thousand is more typical. The organelles require the use of an electron microscope to be visually detected.

Ribosomes are mainly found bound to the endoplasmic reticulum and the nuclear envelope, as well as freely scattered throughout the cytoplasm, depending upon whether the cell is plant, animal, or bacteria. The organelles serve as the protein production machinery for the cell and are consequently most abundant in cells that are active in protein synthesis, such as pancreas and brain cells. Some of the proteins synthesized by ribosomes are for the cell's own internal use, especially those that are produced by free ribosomes. Many of the proteins produced by bound ribosomes, however, are transported outside of the cell.

In eukaryotes, the rRNA in ribosomes is organized into four strands, and in prokaryotes, three strands. Eukaryote ribosomes are produced and assembled in the nucleolus. Ribosomal proteins enter the nucleolus and combine with the four rRNA strands to create the two ribosomal subunits (one small and one large) that will make up the completed ribosome (see Figure 1). The ribosome units leave the nucleus through the nuclear pores and unite once in the cytoplasm for the purpose of protein synthesis. When protein production is not being carried out, the two subunits of a ribosome are separated.

In 2000, the complete three-dimensional structure of the large and small subunits of a ribosome was established. Evidence based on this structure suggests, as had long been assumed, that it is the rRNA that provides the ribosome with its basic formation and functionality, not proteins. Apparently the proteins in a ribosome help fill in structural gaps and enhance protein synthesis, although the process can take place in their absence, albeit at a much slower rate.

The units of a ribosome are often described by their Svedberg (с) values, which are based upon their rate of sedimentation in a centrifuge. The ribosomes in a eukaryotic cell generally have a Svedberg value of 80S and are comprised of 40s and 60s subunits. Prokaryotic cells, on the other hand, contain 70S ribosomes, each of which consists of a 30s and a 50s subunit. As demonstrated by these values, Svedberg units are not additive, so the values of the two subunits of a ribosome do not add up to the Svedberg value of the entire organelle. This is because the rate of sedimentation of a molecule depends upon its size and shape, rather than simply its molecular weight.

Protein synthesis requires the assistance of two other kinds of RNA molecules in addition to rRNA. Messenger RNA (мРНА) provides the template of instructions from the cellular DNA for building a specific protein. Transfer RNA (тРНА) brings the protein building blocks, amino acids, to the ribosome. There are three adjacent tRNA binding sites on a ribosome: the aminoacyl binding site for a tRNA molecule attached to the next amino acid in the protein (as illustrated in Figure 1), the peptidyl binding site for the central tRNA molecule containing the growing peptide chain, and an излаз binding site to discharge used tRNA molecules from the ribosome.

Once the protein backbone amino acids are polymerized, the ribosome releases the protein and it is transported to the cytoplasm in prokaryotes or to the Golgi apparatus in eukaryotes. There, the proteins are completed and released inside or outside the cell. Ribosomes are very efficient organelles. A single ribosome in a eukaryotic cell can add 2 amino acids to a protein chain every second. In prokaryotes, ribosomes can work even faster, adding about 20 amino acids to a polypeptide every second.

In addition to the most familiar cellular locations of ribosomes, the organelles can also be found inside mitochondria and the chloroplasts of plants. These ribosomes notably differ in size and makeup than other ribosomes found in eukaryotic cells, and are more akin to those present in bacteria and blue-green algae cells. The similarity of mitochondrial and chloroplast ribosomes to prokaryotic ribosomes is generally considered strong supportive evidence that mitochondria and chloroplasts evolved from ancestral prokaryotes.


Признања

The expert help of Mirjam Pennauer in early stages of this work is kindly acknowledged.

Финансирање

Austrian Science Fund FWF [P26136, P29451 to H.B. P 28874, P 27996 to BP]. The early phase of the project was supported by the unconventional research initiative of the rectorate of the Karl-Franzens University Graz initiated by Vice Rector Prof. Dr. Peter Scherrer.

Доступност података и материјала

All data generated or analyzed during this study are included in this published article [and its supplementary information files (Additional files 1, 2, 3, 4 and 5)].


Is there an Exit site (E-site) on the eukaryotic ribosome? - Биологија

Летњи истраживачки програм за наставнике природних наука

Thomas A. Edison Vocational/Technical HS

How is the genetic code ultimately translated into a protein?

SWBAT: Demonstrate an understanding of the functions of ribosomes, mRNA, rRNA and tRNA

Students will understand/explain the steps in the protein synthesis process.

3 thick point markers: black, blue and red (so writing can be seen from a distance)

Do Now: Transcribe the following DNA fragment into RNA

AATGCATCCTGGA [Ans. - UUACGUAGGACCU]

1. DNA is transcribed into pre-mRNA inside the nucleus. Enzymes cleave segments called introns from the transcribed molecule, leaving segments called exons that becomes the messenger RNA (mRNA) that leaves the nucleus.

2. Inside the nucleus, the nucleolus is the site of ribosomal RNA (rRNA) formation. The rRNA will bind with protein in the nucleus and exit to the cytosol as a large or small subunit of the ribosome. Prokaryotes and eukaryotes ribosomes have similar structure and function but do differ. This difference is targeted in the medical field. Antibiotics kill bacterial ribosomes without damaging eukaryotic ribosomes (tetracycline, streptomycin)

3. transfer RNA (tRNA) is also formed in the nucleus and leaves to float in the cytosol. Each tRNA structure has a codon on one end that bonds to an amino acid and a complementary anticodon on the other end that bonds to an mRNA. There is a tRNA formed to match its codon with a single type of amino acid. Although there are 61 different codons that code for the 20 amino acids, there are only 45 different tRNAs because the third base in the tRNA anticodon can recognize two or more different codons on a mRNA. This ability to recognize different codons is called wobble. A modified base called inosine (I) can bond with A, C, or U. So tRNA that has CCI as its anticodon can bond to GGU, GGC or GGA.

4. tRNA binds to the correct amino acid using an specific enzyme called aminoacyl-tRNA synthetase (one enzyme for each type of amino acid). This process requires the use of ATP. The tRNA with the amino acid attached to its codon is called aminoacyl tRNA or activated amino acid.

5. The ribosome is the site where the mRNA and tRNA (carrying an amino acid) meet. The ribosome has 4 important sites:

а. mRNA binding site - the mRNA binds at its 5' end and will move through in a 5' to 3' direction.

б. A site (aminoacyl-tRNA site) - the site where a tRNA can bond to deliver the next amino acid to be added to a polypeptide chain that is being constructed.

ц. P site (peptidyl-tRNA site) - the site where the tRNA holding the growing polypeptide chain is located. The chain will be transferred to the tRNA in the A site to add on the amino acid being held there. The first tRNA starts in the P site.

д. E site (exit site) - the site where the tRNA that was in the P site moves to before leaving the ribosome.

1. Set up 3 chairs in the front of the room. Mark the chairs E site, P site and A site (from left to right). This set-up represents the ribosome.

2. Select 6 students to act as mRNA molecules. Have them line up next to the chair marked A. Give each student a 5"x8" index card that has been inscribed in black ink with one of the following codons:

3. Select 6 students to act as tRNA molecules. Give each student two 5"x8" index card inscribed as follows:

4. Have the student holding the mRNA card with AUG, written on it, sit in the seat marked P site. The tRNA student that is holding the cards 1a and 1b (Methionine) stand behind this chair.

5. Have the second student in line, holding the mRNA card with GGU sit down in the chair marked A site. The tRNA student that is holding the cards 2a and 2b (Glycine) stand behind this chair.

6. The tRNA student standing behind the P site chair hands his amino acid index card (Methionine) to the tRNA student holding cards 2a & b.

7. The next step requires each student to move over one chair. The student sitting in the P site chair moves into the E site chair, the student sitting in the a site chair moves into the P site chair and the two tRNA students move with them. (The first tRNA student should only be holding card 1a, and the second tRNA student now holds 2a, 1b and 2b cards, representing his tRNA and the two amino acids that have bonded: 1b-2b)

8. The third mRNA student now sits in the empty A site chair holding the index card with UUU. The tRNA student with cards 3a and 3b (Phenylalanine) stands behind the chair.

9. The tRNA student standing behind the P site chair, holding cards 2a, 1b, 2b hands cards 1b and 2b to the third tRNA student behind the A site chair. (The amino acid chain is now 1b, 2b, 3b Met-Gly-Phe).

10. The three tRNA students all move over one position. The student behind the E site chair walks away (empty tRNA returns to the cytosol)and the mRNA student stands up next to the E site chair, the student behind the P site chair moves to the E site, and the student behind the A site chair moves to the P site chair.

11. The fourth mRNA student sits in the A site chair holding the index card marked UGG. The tRNA student holding index cards 4a and 4b (Tryptophan) stands behind this chair. The tRNA student behind the P site chair hands cards 1b, 2b, 3b, to this 4 th student.

12. All the students move over one chair again. (The second mRNA student leaves the "ribosome" to stand next to the chair and the first student who stood up, the third student moves into the E site, the fourth student moves into the P site and each tRNA student follows the student they stood behind). The A site chair should be empty again.

13. The fifth mRNA student sits in the A site chair holding the index card marked AAC. The tRNA student with index cards 5a and 5b (Asparagine) stands behind the chair. The tRNA student behind the P site chair hands the amino acid cards 1b, 2b, 3b, 4b to the 5 th tRNA student.

14. All the students shift chairs again. The third mRNA student in the E site chair stands up, the fourth mRNA student moves into the E site chair, the fifth mRNA student moves into the P site chair and the sixth mRNA holding the index card marked UAG now sits down in the A site chair.

15. The tRNA student holding index cards 6a and 6b stands behind the A site chair. The tRNA codon AUC pairs up with the mRNA UAG which is the stop codon. When this card appears the peptide chain is done forming and will separate from the ribosome. mRNA codons UAG, UAA and UGA all signal the stopping point of translation they don t code for any amino acids. *** 3 GTP molecules are used to perform this process

At this time the ribosome subunits will come apart and the mRNA line of students are released to either enter the next ribosome or eventually degrade in the cytosol.

Ribosomes have the ability to line up and have a single mRNA pass through this chain of ribosomes, producing several proteins at the same time. The chain of ribosomes are called polyribosomes.

S5f Works individually and in teams to collect and share information and ideas.

S7a Represents data and results in multiple ways, such as numbers, tables, and graphs drawings, diagrams, and artwork technical and creative writing and selects the most effective way to convey the scientific information.